Детекция антилекарственных антител к трастузумабу в сыворотке крови методом иммуноферментного анализа

Список сокращений

• СCP (confirmatory cut point) — предел исключения подтверждающего метода;
• CV — коэффициент вариации;
• FSCP (floating screening cut point) — плавающий предел исключения;
• mAb (monoclonal antibody) — моноклональные антитела;
• PSCP (plate-specific cut point) — предел исключения для каждой аналитической серии;
• SCP (screening cut point) — фиксированный предел исключения;
• АЛА — антилекарственные антитела;
• ВПК — верхний положительный контроль;
• ИФА — иммуноферментный анализ;
• КП — коэффициент позитивности;
• МНР — минимальное необходимое разведение;
• НК — негативный контроль (отрицательный контроль);
• НОК — наименьшая определяемая концентрация;
• НПК — нижний положительный контроль;
• ОП — оптическая плотность;
• ПК — положительный контроль;
• РМЖ — рак молочной железы;
• СПК — средний положительный контроль;
• ФСБ — фосфатно-солевой буфер.

ВВЕДЕНИЕ

Рак молочной железы (РМЖ) является наиболее распространенным онкологическим заболеванием у женщин и остается вторым по смертности среди всех онкологических заболеваний, несмотря на достигнутый за последние десятилетия прогресс в его лечении и диагностике. Природа и молекулярные причины возникновения и прогрессии РМЖ достаточно гетерогенны, при этом одним из наиболее неблагоприятных вариантов до конца XX века считался РМЖ, ассоциированный с гиперэкспрессией рецептора эпидермального фактора роста человека типа 2 (HER2). Распространенность HER2-позитивного РМЖ (HER2⁺ РМЖ) составляет 20–30% от всех случаев РМЖ [1]. HER2 является трансмембранной тирозин-специфичной протеинкиназой и способствует передаче межклеточных сигналов по каскадам PI3K-Akt и RAS-MAPK. В норме на поверхности эпителиальных клеток молочных желез, яичников, печени и почек находится крайне незначительное количество молекул HER2 (около 20 тыс. на клетку). В случаях злокачественного перерождения с участием HER2 на поверхности малигнизированной клетки выявляется до 2 млн молекул HER2 [2]. В результате клетки утрачивают контроль над прохождением клеточного цикла и происходит их неконтролируемая пролиферация. Карциномы с амплификацией гена HER2 (ERBB2) и, как следствие, высокой представленностью рецепторов на поверхности клеток, особенно димеризованных с другими рецепторами семейства HER, характеризуются резистентностью к стандартным режимам цитостатической терапии [3][4]. В результате происходит быстрая генерализация опухолевого процесса.

Долгое время HER2⁺ РМЖ считался одним из наиболее агрессивных подтипов с неблагоприятным прогнозом. Данную ситуацию переломило появление таргетной терапии, основанной на иммунологическом блокировании молекул HER2 посредством связывания мышиного моноклонального антитела (monoclonal antibody, mAb) 4D5 с внеклеточным доменом HER2. В дальнейшем 95% аминокислотных последовательностей такого антитела (кроме непосредственно антигенсвязывающего участка) были заменены на человеческие, в результате чего был создан первый генно-инженерный препарат для лечения РМЖ — трастузумаб. Трастузумаб блокирует передачу сигнала с внутриклеточного домена HER2 на нижележащие регуляторные каскады. Раковая клетка останавливается в фазе G1 интерфазы, что тормозит неконтролируемую пролиферацию. Трастузумаб подавляет ангиогенез и активирует антителозависимую клеточную цитотоксичность [5] (включает натуральные киллеры, макрофаги, нейтрофилы и эозинофилы), приводящую к общей активации иммунной системы организма.

Подобные свойства трастузумаба позволили продемонстрировать результаты достаточно эффективной терапии HER2⁺ злокачественных новообразований, особенно в комбинации с классическими химиотерапевтическими агентами, 5-фторурацилом и препаратами платины [6]. Трастузумаб включен ВОЗ в список жизненно необходимых препаратов для лечения HER2⁺ РМЖ¹. Согласно многолетним наблюдениям клиническое применение трастузумаба обладает рядом особенностей [7]. Так как препараты mAb, в том числе трастузумаб, являются чужеродными молекулами белковой природы, их введение в организм человека способно вызвать активацию гуморального иммунитета и секрецию В-лимфоцитами антилекарственных антител (АЛА). Феномен АЛА для терапевтических mAb был обнаружен вскоре после начала применения данного класса препаратов [8][9]. В результате нейтрализации mAb отмечено снижение эффективности их применения, особенно у людей с аутоиммунными заболеваниями и дисфункцией иммунной системы [10]. Применение метода компьютерной симуляции (Simcyp-коррелированный алгоритм Монте-Карло) иммуногенности к белковым препаратам на основе антител показало, что 89% таких препаратов могут вызывать появление АЛА, которые в 49% случаев снижают эффективность применения препарата [11].

АЛА к трастузумабу впервые описаны в исследовании P. Pohlmann с соавт. [12]. Padrón с соавт. [13] отметили, что появление АЛА к трастузумабу сопровождается формированием иммунных комплексов, которые блокируют действие препарата и достаточно быстро выводятся из организма. Данное событие препятствует связыванию трастузумаба с HER2, что приводит к ограничению его фармакологического эффекта.

Частота возникновения АЛА к трастузумабу и его биоаналогам у пациенток с HER2⁺ РМЖ составляет по разным оценкам от 1 до 1,5% [14][15]. Тем не менее рекомендовано принимать во внимание потенциальную иммуногенность трастузумаба при клиническом применении, так как АЛА могут вызвать серьезные побочные эффекты и/или резистентность к трастузумабу.

Для выявления АЛА к трастузумабу успешно применяется метод иммуноферментного анализа (ИФА). Так, в подходе, предложенном N. Nath с соавт. [16], применен вариант мостикового ИФА (bioluminescent bridging immunoassay) с использованием в качестве репортера целентеразин-зависимой люциферазы NanoLuc с улучшенными характеристиками свечения. Особенностью такого ИФА является двойной антиидиотипический захват АЛА между иммобилизованными на подложке и вторичными мечеными антителами с антителом-мишенью в качестве мостика. В данном случае чувствительность метода достигает 100 нг/мл общих АЛА при 500-кратном избытке свободного препарата в сыворотке крови.

Преимущества метода ИФА для анализа содержания препаратов иммунологической природы в биологических жидкостях человека заключаются в высокой чувствительности и специфичности, а также возможности его рутинного использования в диагностических лабораториях. Это обусловило разработку и появление на рынке значительного количества зарубежных и отечественных тест-систем. Так, для трастузумаба разработаны и валидированы тест-системы на основе ИФА [17][18]. В то же время тест-система для определения АЛА к трастузумабу является принципиально новым биотехнологическим продуктом, позволяющим поставить мониторинг эффективности таргетной терапии РМЖ на качественно новый уровень. Особенно перспективным представляется подход с одновременным измерением концентраций препарата на основе mAb и АЛА к нему в крови пациента.

Цель работы — разработка и валидация методики полуколичественного определения общих АЛА к трастузумабу в биологических жидкостях методом твердофазного иммуноферментного анализа.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Материалы

Тест-система разработана из отдельных компонентов и представлена в виде классического набора для ИФА. Набор состоит из 96-луночного планшета, покрытого первичными антителами (трастузумаб); раствора вторичных (детектирующих) антител, конъюгированных с пероксидазой хрена; субстратного раствора (3,3’,5,5’-тетраметилбензидин, ТМБ) и стоп-раствора (1М серная кислота, «Химмед», Россия). При постановке варианта теста «с гидролизом» (табл. 1) на стадии пробоподготовки для разведения проб дополнительно используют планшет с поверхностью из несорбирущего полистирола. В состав набора также входит концентрат промывочного буферного раствора, адгезивная пленка и комплект документации (инструкция и паспорт).

Образцами для контроля качества служили растворы mAb к трастузумабу НСА177 (Bio-Rad, Великобритания)² в исходной концентрации 0,5 мг/мл. Образцы положительного контроля (ПК) готовили путем смешивания рабочих растворов HCA177 с предварительно разведенной сывороткой крови. В качестве исходного раствора трастузумаба использовали медицинский препарат Герцептин (Герцептин®, F.Hoffmann-La Roche, Швейцария) в концентрации 15 мг/мл. Для оценки селективности методики использовали исходный раствор пертузумаба (Перьета®, Roche Diagnostics, Германия) в концентрации 30 мг/мл.

Образцы сыворотки крови человека, использованные для приготовления образцов для контроля качества и бланковых сывороток, были предоставлены для научных исследований ГКУЗ Тверской области «Станция переливания крови» Министерства здравоохранения Тверской области.

Оборудование

Оптическую плотность (ОП) образцов (далее — отклик образцов) измеряли с помощью планшетного фотометра Multiskan FC (Thermo Scientific, США) при длине волны 450 нм.

В работе использовали центрифугу MiniSpin (Eppendorf, Германия), термошейкер PST-60HL (BioSan, Латвия), дозаторы объемами 0,5–10, 2–20 и 10–200 мкл, автоматический промыватель планшетов HydroFlex (Tecan, Швейцария), холодильную камеру +2–8 °С (Polair, Россия) и морозильную камеру (Liebherr, Германия).

Методы

Для проведения иммуноферментного анализа готовили следующие стандартные растворы:

1) промывочный буферный раствор — 0,01 М фосфатно-солевой буфер, ФСБ (pH 7,4±0,2), содержащий 0,025% Твин-20 (Sigma-Aldrich, США);

2) разбавитель, содержащий 0,1% бычьего сывороточного альбумина и 0,1% Твин-20 в ФСБ;

3) раствор вторичных (детектирующих) антител — конъюгат трастузумаба с пероксидазой хрена («НПЦ Пробиотек», Россия) в разбавителе в разведении 1:33000 (разведение осуществляли в 2 этапа: сначала к 20 мкл раствора конъюгата трастузумаба с пероксидазой в глицерине добавляли 980 мкл разбавителя, затем 36 мкл полученного раствора разводили в 12 мл разбавителя);

4) стоп-раствор, содержащий 1 М серную кислоту;

5) глициновый буфер для гидролиза, содержащий 0,2 М глицина (Alfa Aesar, Германия);

6) 1 М Трис pH 9,5 (Panreac, Испания).

Проведение теста возможно в двух вариантах методической реализации: прямой анализ и модифицированный анализ с диссоциацией (далее — анализ с гидролизом). Модифицированный анализ применяли для повышения толерантности к трастузумабу, для чего использовали кислотный гидролиз комплексов АЛА-трастузумаб с последующей частичной ассоциацией АЛА с трастузумабом, сорбированным на поверхности планшета. Для скринингового анализа целесообразно использовать прямой анализ, а для подтверждения — анализ с гидролизом. Основные этапы двух вариантов теста представлены в таблице 1.

Статистическая обработка данных. Выбор параметров валидации методики, включая все формулы вычисления пределов исключения, проводили согласно международному протоколу гармонизации исследований антилекарственных антител [19]. Для определения предела исключения и обнаружения выбросов применяли фильтрацию грубых промахов методом Тьюки³ внутри каждого индивидуального планшета. В случае вычисления скринингового предела исключения выбран плавающий предел исключения (FSCP), рассчитанный как разность между фиксированным пределом исключения (SCP), определенным в ходе данного теста, и средним значением аналитического сигнала негативного контроля (СрЗнач(НК)) между всеми группами по формуле (1):

FSCP = SCP – СрЗнач(НК). (1)

Фиксированный предел исключения для скринингового анализа определяли как 95-й процентиль откликов образцов, не содержащих антител к препарату из всех групп.

Предел исключения для каждой аналитической серии (PSCP) вычисляли как сумму плавающего предела исключения (FSCP) и среднего значения аналитического сигнала образца НК (СрЗнач(НК)) в этой серии по формуле (2):

PSCP = FSCP – СрЗнач(НК). (2)

Для вычисления предела исключения подтверждающего анализа определяли относительное ингибирование сигнала (далее — гашение сигнала) через отношение отклика образцов, содержащих избыток препарата (образцы «с гашением»), к отклику нативных образцов без добавления препарата по формуле (3):

где % Inhibition — относительное ингибирование сигнала; Inhib Sample Absorbtion — отклик образцов, содержащих избыток препарата; Native Sample Absorbtion — отклик нативных образцов без добавления препарата.

Коэффициент позитивности (КП) рассчитывали по формуле (4):

(4)

где ОП — оптическая плотность пробы; ОП(НК) — оптическая плотность образца негативного контроля.

Для расчета оптической плотности (ОП) образцов применяли программное обеспечение Scanit для Microplate Reader v. 5.0 (Bio-Rad, Великобритания).

Для расчетов использовали программу Excel 2010 (Microsoft, США).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Согласно международным требованиям по валидации аналитических методик⁴, рекомендациям G. Shankar с соавт. [20] и протоколу H. Myler с соавт. [19], настоящее исследование состояло из следующих этапов: определение наименьшей определяемой концентрации (НОК); минимального необходимого разведения (МНР); влияния препарата; предела исключения скринингового метода; предела исключения подтверждающего метода; определение специфичности, селективности, прецизионности, «хук»-эффекта; краткосрочной и долгосрочной стабильности, а также стабильности при замораживании-оттаивании.

Тест-система представляет собой набор реактивов для полуколичественного выявления АЛА к трастузумабу оригинальной компоновки. Данный метод предусматривает вычисление отношения ОП экспериментальной пробы к определенному пороговому значению и вычисление КП. Исследование образцов включает следующие этапы.

1. Проведение скринингового анализа. Если величина ОП образца не превышает PSCP, образец признается отрицательным по наличию АЛА, в остальных случаях проводят подтверждающий анализ.
2. Проведение подтверждающего анализа. Если величина ОП образца при выполнении скрининга превышает PSCP, то вычисляют величину предела исключения подтверждающего метода (confirmatory cut point, ССР). В случае если относительное ингибирование сигнала образца не превышает величину CCP, образец также признается отрицательным по наличию АЛА. Если относительное ингибирование сигнала образца превосходит величину CCP, образец признается положительным по наличию АЛА.

Определение наименьшей определяемой концентрации

Наименьшую определяемую концентрацию (НОК) в буферном растворе вычисляли через соотношение отклика образца положительного контроля (ПК) различной концентрации к отклику образца, содержащего чистый разбавитель. Стоковый раствор HCA177 (1000 нг/мл) разводили до тех пор, пока среднее значение отклика образца, содержащего HCA177, не стало превышать значение отклика образца, содержащего чистый буферный раствор, ≥2 раза. Эксперименты проводили путем снижения концентраций в два этапа: первоначально с 1000 до 1,95 нг/мл и затем с 31,25 до 0,24 нг/мл. В результате значение НОК составило 2 нг/мл. В дальнейшем при проведении тестов на минимальное необходимое разведение и толерантность к препарату значение НОК (2 нг/мл) было подтверждено как в прямом анализе, так и в анализе с гидролизом.

Определение минимального необходимого разведения

Для определения минимального необходимого разведения (МНР) проанализировали образцы ПК, содержащие mAb в концентрациях от 0,5 до 125 нг/мл и разведенную в 2, 4 и 8 раз матрицу (цельная сыворотка крови, содержащая множество искажающих отклик компонентов). Критерием оценки служило ≥2-кратное превышение отношения значений ОП образцов ПК и НК (ПК/НК). Результаты измерений образцов, содержащих разные концентрации mAb, представлены в таблице S1⁵ (дополнительная информация).

Таким образом, по результатам теста значение МНР составило «2 раза», при этом было подтверждено, что концентрация антител 2 нг/мл соответствовала значению НОК. По сравнению с работой P. Pohlmann с соавт. [12], в которой значение МНР составило «10 раз», в представленной тест-системе достигнуты гораздо лучшие показатели. Вероятной причиной является использование препарата антител HCA177, отсутствовавшего при первом описании АЛА к трастузумабу [12]. В ходе определения МНР установление значения НОК повторяли с использованием образцов ПК и НК, приготовленных из сыворотки крови с учетом МНР.

Оценка влияния лекарственного препарата на выявление АЛА

Поскольку антитела к трастузумабу, как правило, продолжают проявлять активность in vitro, необходимо принимать во внимание возможность получения ложноотрицательных результатов из-за нейтрализации активных центров антител свободными молекулами трастузумаба. Оценку влияния эффекта присутствия трастузумаба на возможность определения концентраций АЛА к нему выполняли по двум направлениям: определяли минимальную подавляющую концентрацию (МПК) и абсолютную подавляющую концентрацию (АПК).

Показатель МПК характеризует такую концентрацию лекарственного препарата в сыворотке крови, при которой определение АЛА к нему технически затруднено, так как сложно определить разницу между изначально пограничным уровнем аналитического сигнала АЛА и его подавлением ввиду наличия трастузумаба в концентрации выше АПК. Были проанализированы образцы ПК, содержащие АЛА в концентрациях от 100 до 4000 нг/мл и трастузумаб в концентрациях 100, 200, 500 и 1000 нг/мл. Данный диапазон концентраций включает ожидаемые концентрации трастузумаба в образцах сыворотки крови добровольцев при достижении максимального терапевтического эффекта препарата, когда появление АЛА наиболее вероятно. Критерием приемлемости служил отклик образца, содержавшего 4000 нг/мл HCA177, с добавлением искомой концентрации трастузумаба ниже величины 95-го процентиля откликов образцов НК в той же серии. По результатам тестов определили, что методика устойчива к влиянию 116 нг/мл трастузумаба при уровне 16 нг/мл АЛА, а также устойчива к влиянию 1000 нг/мл трастузумаба при уровне 100 нг/мл АЛА. В качестве АПК выбрали 10 мкг/мл трастузумаба, что в 10 раз превышает его максимальную концентрацию, изученную в исследовании.

Расчет предела исключения

Было установлено, что значение показателя FSCP соответствовало 0,0028 единиц ОП. Предел исключения подтверждающего анализа был определен как 99-й процентиль всех значений относительного ингибирования отклика образцов, не содержащих антител к препарату. Таким образом, значение показателя CCP составило 6,66%.

Оценка специфичности методики

Специфичность — возможность аналитической методики однозначно выявлять анализируемое вещество в присутствии сопутствующих компонентов, даже близкого химического состава. Для проверки специфичности методики проанализировали 4 образца: образец НК (не содержал АЛА) и 3 образца ПК, содержавших различные концентрации HCA177, сыворотку крови и 100 мкг/мл пертузумаба (гуманизированное mAb к HER2 с аналогичными трастузумабу параметрами). Концентрации АЛА к трастузумабу в образцах ПК распределяли следующим образом: нижний положительный контроль (НПК) соответствовал двум значениям НОК (2×НОК), или 4 нг/мл; средний положительный контроль (СПК) — 16×НОК, или 32 мг/мл; верхний положительный контроль (ВПК) — 32×НОК, или 64 нг/мл. Всего выполнили 12 измерений образцов НК и 24 измерения 3 образцов ПК; для каждой измеренной концентрации АЛА в образцах вычисляли среднее значение ОП. Результаты измерений отклика образцов без добавления и с добавлением пертузумаба представлены в таблице S2⁶ (дополнительная информация).

Для оценки специфичности методики применяли следующие критерии приемлемости: не менее 5 из 6 измерений индивидуальных образцов ПК оказались положительными при сравнении как со скрининговым, так и с подтверждающим пределом исключения, а все образцы НК были отрицательными при сравнении с подтверждающим пределом исключения. Согласно результатам проведенной оценки (табл. S2) (дополнительная информация) специфичность методики была доказана.

Оценка селективности методики

Селективность — характеристика методики, с помощью которой можно оценить стабильность аналитического сигнала исследуемого вещества при анализе различных источников, включая источники, содержащие помехи. Для оценки селективности методики применяли следующие критерии приемлемости: 1) не менее 80% индивидуальных бланковых образцов сыворотки крови имели отклик ниже скринингового предела исключения; 2) не менее 80% образцов ПК демонстрировали среднее значение отклика выше или равное скрининговому пределу исключения при значении коэффициента вариации (coefficient of variation, CV) <20% между повторностями; 3) не менее 80% образцов ПК, приготовленных с использованием индивидуальных бланковых образцов сыворотки крови, характеризовались значением CV<20% между повторностями (для значения относительного ингибирования). Всего было проанализировано влияние 12 различных источников матрицы и образцы ПК, содержащие 2 разные концентрации АЛА к трастузумабу — НПК (4 нг/мл) и ВПК (64 нг/мл). Согласно результатам проведенной оценки методика соответствовала всем критериям приемлемости (табл. S3)⁷ (дополнительная информация) и была признана селективной.

Определение прецизионности внутри одной аналитической серии

Прецизионность методики внутри одной аналитической серии оценивали на основании анализа образцов ПК, содержащих три концентрации АЛА к трастузумабу: НПК (4 нг/мл), СПК (32 нг/мл) и ВПК (64 нг/мл). Всего исследовали 6 наборов образцов ПК «без гашения» (12 независимых повторов) и 3 набора образцов ПК «с гашением» (6 независимых повторов). Полученные результаты представлены в таблице 2. Прецизионность методики была доказана, так как результаты оценки удовлетворяли всем критериям приемлемости: значения CV<20% — для показателей ОП образцов каждого уровня ПК (НПК, СПК и ВПК) и НК; значения CV<20% — для показателей относительного ингибирования к каждому уровню образцов ПК; более чем 4 из 6 образцов ПК каждого уровня демонстрировали отклик, превышающий скрининговый предел исключения; значения отклика образца НПК были меньше отклика образца ВПК во всех случаях; не менее 2 из 3 образцов ПК каждого уровня «с гашением» демонстрировали значения относительного ингибирования, превышающие подтверждающий предел исключения.

Определение прецизионности между аналитическими сериями

Прецизионность методики между аналитическими сериями оценивали на основании анализа образцов НК и ПК (НПК, СПК и ВПК). Для оценки использовали результаты, полученные в ходе определения предела исключения: значения ОП и значения относительного ингибирования для образцов «с гашением» сигнала. Всего проанализировали 36 образцов ПК «без гашения» и 18 образцов «с гашением» в 6 аналитических сериях. Согласно полученным результатам, представленным в таблице 3, методика соответствовала критерию приемлемости, так как CV значений ОП между аналитическими сериями были <20% для каждого уровня образцов ПК.

Оценка «хук»-эффекта

Термин «хук»-эффект (от англ. hook effect, проагглютинационная зона) следует понимать как отсутствие повышения уровня детектируемого сигнала при увеличении концентрации аналита. Для проверки возможности ингибирования отклика образцов, содержащих избыток АЛА к трастузумабу, проанализировали серию образцов, содержащих последовательные двукратные разведения АЛА с 640 до 0,16 нг/мл. Полученные значения ОП и интерпретированные результаты представлены в таблице S4⁸ (дополнительная информация). Результаты проведенной оценки удовлетворяют критерию приемлемости, согласно которому отклик каждого полученного образца должен превышать величину скринингового предела исключения вплоть до уровня НОК.

Оценка стабильности методики

В ходе валидации методики оценивали краткосрочную и долгосрочную стабильность, а также стабильность при замораживании-оттаивании. Для оценки краткосрочной стабильности проанализировали три образца ПК (НПК, СПК и ВПК), хранившиеся при комнатной температуре в течение 6 ч. Исследования проводили в составе аналитической серии, включающей образцы НК, бланковой матрицы для приготовления всех образцов ПК и свежеприготовленных образцов ПК как «без гашения», так и «с гашением». Для оценки долгосрочной стабильности исследовали три размороженных образца НПК, СПК и ВПК, хранившиеся при температуре минус 70 °С в течение 90 сут. После размораживания все образцы проанализировали в составе аналитической серии со свежеприготовленными аналогичными образцами, образцами НК и бланковой матрицы как «без гашения», так и «с гашением».

Аналогичные условия измерений и состав аналитической серии использовали для оценки стабильности при замораживании-оттаивании. Экспериментальные образцы подвергали трехкратному циклу замораживания-оттаивания до минус 70 °С и хранению в течение 12 ч. Во всех случаях рассчитывали PSCP и подтверждали пригодность аналитических циклов. Результаты экспериментов по оценке стабильности представлены в таблице 4.

Во всех случаях исследованные образцы признаны стабильными, так как средний отклик образцов ПК (НПК, СПК и ВПК) превышал величину скринингового предела исключения как минимум на 66,7% для каждого уровня, а значения CV между повторностями при анализе всех уровней образцов ПК были <20% (критерий приемлемости). Лишь в одном измерении из девяти (СПК при замораживании-оттаивании, 11,1%) образец не соответствовал критерию приемлемости по вариабельности между повторностями (табл. 5).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате проведенного исследования валидирована методика полуколичественного определения антилекарственных антител к трастузумабу в образцах сыворотки крови методом твердофазного иммуноферментного анализа.

Полученные валидационные параметры представленной тест-системы свидетельствуют в пользу ее практической применимости для оценки наличия антилекарственных антител к трастузумабу в образцах сыворотки крови пациентов, получающих таргетные препараты в сочетании с химиотерапией.

Дополнительная информация. Дополнительные материалы к статье размещены в репозитории Mendeley Data и доступны по ссылке

https://data.mendeley.com/datasets/fvfp4htspn/2

Вклад авторов. Все авторы подтверждают соответствие своего авторства критериям ICMJE. Наибольший вклад распределен следующим образом: В.В. Писарев — разработка концепции исследования, проведение экспериментов и общее руководство; А.В. Иванов — обработка данных и написание текста рукописи.

Additional information. Supplementary materials for this article are available in the Mendeley Data repository and can be accessed at

https://data.mendeley.com/datasets/fvfp4htspn/2

Authors’ contributions. All the authors confirm that they meet the ICMJE criteria for authorship. The most significant contributions were as follows. V.V. Pisarev conceptualised the study, conducted the experiments, and provided general supervision. A.V. Ivanov processed the data and drafted the manuscript.