Промоторы для высокоэффективной экспрессии и секреции проинсулина в Saccharomyces cerevisiae
https://doi.org/10.30895/2221-996X-2025-25-3-258-270
Резюме
ВВЕДЕНИЕ. Нехватка систематических сравнительных данных об активности промоторов в Saccharomyces cerevisiae является фактором, ограничивающим повышение эффективности биосинтеза рекомбинантного проинсулина человека. Настоящая работа направлена на экспериментальное сравнение активности ряда конститутивных промоторов в стандартных технологических условиях для определения наиболее продуктивного регуляторного элемента, применимого в промышленных штаммах-продуцентах.
ЦЕЛЬ. Оценить влияние промоторов TEF1, ADH2, ALD4, TDH3 (GPD), TPI1 на экспрессию рекомбинантного проинсулина человека в Saccharomyces cerevisiae и ранжировать их по силе для выбора оптимального промотора, обеспечивающего максимальную продуктивность.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ. Для экспрессии предшественника инсулина (проинсулина) человека использовали диплоидный штамм S. cerevisiae YS3, полученный слиянием гаплоидных клеток. Векторная система на основе плазмиды pRS425 включала в себя синтетические промоторы (TPI1, TEF1, ADH2, ALD4, TDH3) и сигнальную последовательность. Конструкции вводили в клетки методом электропорации. Сравнительный анализ экспрессии белка проводили при культивировании S. cerevisiae YS3 в колбах и биореакторах с использованием среды YPD. Определение содержания проинсулина и этанола осуществляли с помощью спектрофотометрии, высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ) и газовой хроматографии. Подтверждение экспрессии проводили методом ВЭЖХ, совмещенной с масс-спектрометрией. Статистическая обработка данных выполнялась при помощи дисперсионного и корреляционного анализов.
РЕЗУЛЬТАТЫ. Получены штаммы-продуценты S. cerevisiae YS3/pF1145 (TPI1), YS3/pF1157 (TEF1), YS3/pF1199 (ADH2), YS3/pF1200 (ALD4), YS3/pF1201 (TDH3), и проведено сравнение уровня экспрессии рекомбинантного белка. Штамм YS3/pF1201, в котором экспрессия проинсулина находилась под контролем промотора TDH3, обладал максимальной продуктивностью (15,51±0,57 мг/л). В процессе ферментации в лабораторных биореакторах продуктивность штамма YS3/pF1201 (TDH3) достигла 139,17 мг/л через 72 ч культивирования при значении биомассы 154,50 г/л.
ВЫВОДЫ. Промоторы для экспрессии проинсулина в клетках S. cerevisiae можно распределить по их силе в следующем порядке: TDH3≈ALD4>ADH2>TEF1>TPI1. В процессе ферментации при использовании промотора TDH3 достигнута продуктивность, превышающая в 6,1 раза продуктивность штамма-продуцента с классическим промотором TPI1, который используется для экспрессии проинсулина.
Ключевые слова
Об авторах
Е. А. БуслаеваРоссия
Буслаева Евгения Александровна
ул. Связи, д. 34, лит. А, пос. Стрельна, Санкт-Петербург, 198515
З. Р. Хасаншина
Россия
Хасаншина Зухра Рамилевна
ул. Связи, д. 34, лит. А, пос. Стрельна, Санкт-Петербург, 198515
И. А. Корнаков
Россия
Корнаков Игорь Александрович
ул. Связи, д. 34, лит. А, пос. Стрельна, Санкт-Петербург, 198515
М. П. Коробкина
Россия
Коробкина Мария Павловна
ул. Связи, д. 34, лит. А, пос. Стрельна, Санкт-Петербург, 198515
В. И. Шмурак
Россия
Шмурак Владимир Игоревич
ул. Связи, д. 34, лит. А, пос. Стрельна, Санкт-Петербург, 198515
Р. В. Драй
Россия
Драй Роман Васильевич, канд. мед. наук
ул. Связи, д. 34, лит. А, пос. Стрельна, Санкт-Петербург, 198515
Список литературы
1. Navarrete C, Jacobsen IH, Martínez JL, Procentese A. Cell factories for industrial production processes: Current issues and emerging solutions. Processes. 2020;8(7):768. https://doi.org/10.3390/pr8070768
2. Slathia PS, Sagrika Sharma E, Khan IA, et al. Recombinant production of therapeutic proteins. In: Singh DB, Tripathi T, eds. Protein-based terapeutics. Springer, Singapore; 2023. P. 101–29. https://doi.org/10.1007/978-981-19-8249-1_4
3. Gomes AR, Byregowda SM, Veeregowda BM, Balamurugan V. An overview of heterologous expression host systems for the production of recombinant proteins. Adv Anim Vet Sci. 2016;4(7):346–56. https://doi.org/10.14737/journal.aavs/2016/4.7.346.356
4. Celik E, Calık P. Production of recombinant proteins by yeast cells. Biotechnol Adv. 2012;30(5):1108–18. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2011.09.011
5. Huang M, Wang G, Qin J, et al. Engineering the protein secretory pathway of Saccharomyces cerevisiae enables improved protein production. Proc Natl Acad Sci USA. 2018;115(47):E11025–32. https://doi.org/10.1073/pnas.1809921115
6. Madhavan A, Arun KB, Sindhu R, et al. Customized yeast cell factories for biopharmaceuticals: from cell engineering to process scale up. Microb Cell Fact. 2021;20(1):124. https://doi.org/10.1186/s12934-021-01617-z
7. Zhao M, Ma J, Zhang L, Qi H. Engineering strategies for enhanced heterologous protein production by Saccharomyces cerevisiae. Microb Cell Fact. 2024;23:32. https://doi.org/10.1186/s12934-024-02299-z
8. Nielsen J. Production of biopharmaceutical proteins by yeast. Bioengineered. 2013;4(4):207–11. https://doi.org/10.4161/bioe.22856
9. Zepeda AB, Pessoa Jr A, Farías JG. Carbon metabolism influenced for promoters and temperature used in the heterologous protein production using Pichia pastoris yeast. Braz J Microbiol. 2018;49 Suppl 1:119–27. https://doi.org/10.1016/j.bjm.2018.03.010
10. Schenk J, Balazs K, Jungo C, et al. Influence of specific growth rate on specific productivity and glycosylation of a recombinant avidin produced by a Pichia pastoris Mut+ strain. Biotechnol Bioeng. 2008;99(2):368–77. https://doi.org/10.1002/bit.21565
11. Maury J, Kannan S, Jensen NB, et al. Glucose-dependent promoters for dynamic regulation of metabolic pathways. Front Bioeng Biotechnol. 2018;6:63. https://doi.org/10.3389/fbioe.2018.00063
12. Li S, Ma L, Fu W, et al. Programmable synthetic upstream activating sequence library for fine-tuning gene expression levels in Saccharomyces cerevisiae. ACS Synth Biol. 2022;11(3):1228–39. https://doi.org/10.1021/acssynbio.1c00511
13. Deng J, Wu Y, Zheng Z, et al. A synthetic promoter system for well-controlled protein expression with different carbon sources in Saccharomyces cerevisiae. Microb Cell Fact. 2021;20:202. https://doi.org/10.1186/s12934-021-01691-3
14. Liu R, Liu L, Li X, et al. Engineering yeast artificial core promoter with designated base motifs. Microb Cell Fact. 2020;19(1):38. https://doi.org/10.1186/s12934-020-01305-4
15. Tang H, Wu Y, Deng J, et al. Promoter architecture and promoter engineering in Saccharomyces cerevisiae. Metabolites. 2020;10(8):320. https://doi.org/10.3390/metabo10080320
16. He S, Zhang Z, Lu W. Natural promoters and promoter engineering strategies for metabolic regulation in Saccharomyces cerevisiae. J Ind Microbiol Biotechnol. 2023;50(1):kuac029 https://doi.org/10.1093/jimb/kuac029
17. Ottoz DS, Rudolf F. Constitutive and regulated promoters in yeast: how to design and make use of promoters in S. cerevisiae. In: Smolke C, Lee SY, Nielsen J, Stephanopoulos G, eds. Synthetic biology. Parts, devices and applications. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co; 2018. P. 107–30. https://doi.org/10.1002/9783527688104.ch6
18. Myburgh MW, Schwerdtfeger KS, Cripwell RA, et al. Promoters and introns as key drivers for enhanced gene expression in Saccharomyces cerevisiae. In: Gadd GM, Sariaslani S, eds. Advances in applied microbiology. Academic Press; 2023. P. 1–29. https://doi.org/10.1016/bs.aambs.2023.07.002
19. Feng X, Marchisio MA. Saccharomyces cerevisiae promoter engineering before and during the synthetic biology era. Biology (Basel). 2021;10(6):504. https://doi.org/10.3390/biology10060504
20. Peng B, Williams TC, Henry M, et al. Controlling heterologous gene expression in yeast cell factories on different carbon substrates and across the diauxic shift: a comparison of yeast promoter activities. Microb Cell Fact. 2015;14:91. https://doi.org/10.1186/s12934-015-0278-5
21. Partow S, Siewers V, Bjørn S, et al. Characterization of different promoters for designing a new expression vector in Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 2010;27(11):955–64. https://doi.org/10.1002/yea.1806
22. Sun J, Shao Z, Zhao H, et al. Cloning and characterization of a panel of constitutive promoters for applications in pathway engineering in Saccharomyces cerevisiae. Biotechnol Bioeng. 2012;109(8):2082–92. https://doi.org/10.1002/bit.24481
23. Scott EW, Allison HE, Baker HV. Characterization of TPI gene expression in isogeneic wild-type and gcr1-deletion mutant strains of Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res. 1990;18(23):7099–107. https://doi.org/10.1093/nar/18.23.7099
24. Compagno C, Brambilla L, Capitanio D, et al. Alterations of the glucose metabolism in a triose phosphate isomerase-negative Saccharomyces cerevisiae mutant. Yeast. 2001;18(7):663–70. ttps://doi.org/10.1002/yea.715
25. Vignais ML, Huet J, Buhler JM, Sentenac A. Contacts between the factor TUF and RPG sequences. J Biol Chem. 1990;265(24):14669–74. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)77354-7
26. Munshi R, Kandl K, Carr-Schmid A, et al. Overexpression of translation elongation factor 1A affects the organization and function of the actin cytoskeleton in yeast. Genetics. 2001;157(4):1425–36. https://doi.org/10.1093/genetics/157.4.1425
27. Bi X, Broach JR. UASrpg can function as a heterochromatin boundary element in yeast. Genes Dev. 1999;13(9):1089–101. https://doi.org/10.1101/gad.13.9.1089
28. Price VL, Taylor WE, Clevenger W, et al. Expression of heterologous proteins in Saccharomyces cerevisiae using the ADH2 promoter. Methods Enzymol. 1990;185:308–18. https://doi.org/10.1016/0076-6879(90)85027-l
29. Saint-Prix F, Bönquist L, Dequin S. Functional analysis of the ALD gene family of Saccharomyces cerevisiae during anaerobic growth on glucose: the NADP+-dependent Ald6p and Ald5p isoforms play a major role in acetate formation. Microbiology (Reading). 2004;150(Pt 7):2209–20. https://doi.org/10.1099/mic.0.26999-0
30. Navarro-Aviño JP, Prasad R, Miralles VJ, et al. A proposal for nomenclature of aldehyde dehydrogenases in Saccharomyces cerevisiae and characterization of the stress-inducible ALD2 and ALD3 genes. Yeast. 1999;15(10A):829–42. https://doi.org/10.1002/(sici)1097-0061(199907)15:10a<829::Aid-yea423>3.0.Co;2-9
31. Kjeldsen T, Balschmidt P, Diers I, et al. Expression of insulin in yeast: the importance of molecular adaptation for secretion and conversion. Biotechnol Genet Eng Rev. 2001;18:89–121. https://doi.org/10.1080/02648725.2001.10648010
32. Redden H, Alper HS. The development and characterization of synthetic minimal yeast promoters. Nat Commun. 2015;6:7810. https://doi.org/10.1038/ncomms8810
33. Yagi S, Yagi K, Fukuoka J, Suzuki M. The UAS of the yeast GAPDH promoter consists of multiple general functional elements including RAP1 and GRF2 binding sites. J Vet Med Sci. 1994;56(2):235–44. https://doi.org/10.1292/jvms.56.235
34. Hitzeman RA, Chen CY, Dowbenko DJ, et al. Use of heterologous and homologous signal sequences for secretion of heterologous proteins from yeast. Methods Enzymol. 1990;185:421–40. https://doi.org/10.1016/0076-6879(90)85037-o
35. Kaishima M, Ishii J, Matsuno T, et al. Expression of varied GFPs in Saccharomyces cerevisiae: codon optimization yields stronger than expected expression and fluorescence intensity. Sci Rep. 2016;6:35932. https://doi.org/10.1038/srep35932
36. Liu Z, Tyo KE, Martínez JL, et al. Different expression systems for production of recombinant proteins in Saccharomyces cerevisiae. Biotechnol Bioeng. 2012;109(5):1259–68. https://doi.org/10.1002/bit.24409
37. Myburgh MW, Rose SH, Viljoen-Bloom M. Evaluating and engineering Saccharomyces cerevisiae promoters for increased amylase expression and bioethanol production from raw starch. FEMS Yeast Res. 2020;20(6):foaa047. https://doi.org/10.1093/femsyr/foaa047
38. Reider Apel A, d’Espaux L, Wehrs M, et al. A Cas9-based toolkit to program gene expression in Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res. 2017;45(1):496–508. https://doi.org/10.1093/nar/gkw1023
39. Zhang J, Cai Y, Du G, et al. Evaluation and application of constitutive promoters for cutinase production by Saccharomyces cerevisiae. J Microbiol. 2017;55:538–44. https://doi.org/10.1007/s12275-017-6514-4
40. Kjeldsen T, Andersen AS, Hubálek F, et al. Molecular engineering of insulin for recombinant expression in yeast. Trends Biotechnol. 2024;42(4):464–78. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2023.09.012
41. Хасаншина ЗР, Лунев ИС, Филипенко АА и др. Оптимизация условий культивирования штамма Saccharomyces cerevisiae — продуцента проинсулина. Биотехнология. 2022;38(3):35–48. https://doi.org/10.56304/S0234275822030036
42. Kjeldsen T. Yeast secretory expression of insulin precursors. Appl Microbiol Biotechnol. 2000;54(3):277–86. https://doi.org/10.1007/s002530000402
43. Kazemi Seresht A, Nørgaard P, Palmqvist EA, et al. Modulating heterologous protein production in yeast: the applicability of truncated auxotrophic markers. Appl Microbiol Biotechnol. 2013;97(9):3939–48. https://doi.org/10.1007/s00253-012-4263-1
44. Andersen AS, Diers I. Production of heterologous polypeptides in yeast. 2005. US patent US6861237B2. https://patents.google.com/patent/US6861237B2/en
45. Grey M, Brendel M. A ten-minute protocol for transforming Saccharomyces cerevisiae by electroporation. Curr Genet. 1992;22(4):335–6. https://doi.org/10.1007/bf00317931
46. Corbacho I, Teixidó F, Velázquez R, et al. Standard YPD, even supplemented with extra nutrients, does not always compensate growth defects of Saccharomyces cerevisiae auxotrophic strains. Antonie Van Leeuwenhoek. 2011;99(3):591–600. https://doi.org/10.1007/s10482-010-9530-5
47. Marty MT, Baldwin AJ, Marklund EG, et al. Bayesian deconvolution of mass and ion mobility spectra: from binary interactions to polydisperse ensembles. Anal Chem. 2015;87(8):4370–6. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.5b00140
Дополнительные файлы
Рецензия
Для цитирования:
Буслаева Е.А., Хасаншина З.Р., Корнаков И.А., Коробкина М.П., Шмурак В.И., Драй Р.В. Промоторы для высокоэффективной экспрессии и секреции проинсулина в Saccharomyces cerevisiae. БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2025;25(3):258-270. https://doi.org/10.30895/2221-996X-2025-25-3-258-270
For citation:
Buslaeva E.A., Khasanshina Z.R., Kornakov I.A., Korobkina M.P., Shmurak V.I., Drai R.V. Promoters for high-efficiency expression and proinsulin secretion in Saccharomyces cerevisiae. Biological Products. Prevention, Diagnosis, Treatment. 2025;25(3):258-270. (In Russ.) https://doi.org/10.30895/2221-996X-2025-25-3-258-270