Валидация методики на основе биослойной интерферометрии для определения связывающих (общих) антител к ромиплостиму в сыворотке крови человека

ВВЕДЕНИЕ. В ряде случаев лечение ромиплостимом пациентов с идиопатической тромбоцитопенической пурпурой сопряжено с образованием антилекарственных антител (АЛА),

что часто приводит к развитию серьезных неблагоприятных явлений. Для определения связывающих (общих) АЛА (оАЛА) к ромиплостиму в сыворотке крови человека предлагается методика, основанная на биослойной интерферометрии. С технической точки зрения использующие данный принцип приборы имеют некоторые преимущества (высокая пропускная способность, увеличенные межсервисные интервалы, низкий уровень контаминации оборудования при анализе биообразцов) перед приборами на основе поверхностного плазмонного резонанса, которые применяются для мониторинга оАЛА при проведении клинических исследований оригинального препарата. Для обеспечения воспроизводимости измерений и стандартизации лабораторного этапа клинических исследований иммуногенности биоаналогичного препарата необходима валидация методики.

ЦЕЛЬ. Установить ключевые валидационные характеристики методики, основанной на биослойной интерферометрии, для определения общих антилекарственных антител к ромиплостиму в сыворотке крови человека.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ. Принцип метода заключается в детектировании специфического взаимодействия связывающих антител, содержащихся в исследуемых образцах, с иммобилизованным на поверхности стрептавидиновых биосенсоров биотинилированным ромиплостимом. Методика состоит из этапа скрининг-теста, в котором определяется наличие или отсутствие оАЛА в образцах; подтверждающего теста для проверки специфичности связывания оАЛА с ромиплостимом; этапа определения титра антител, то есть предельного разведения, при котором оАЛА могут быть обнаружены в образцах. В работе использовались положительные контрольные образцы, содержащие различные концентрации поликлональных кроличьих антител к ромиплостиму. Детектирование белкового комплексообразования проводилось в режиме реального времени с использованием интерферометра Octet® QKe.

РЕЗУЛЬТАТЫ. Значения фактора биологической вариабельности и предельного значения незначимого ингибирования составили 1,481 и 34,2% соответственно. Подтверждены прецизионность и специфичность методики. Нижний предел детекции оАЛА в отсутствии ромиплостима составил 622 нг/мл. При оценке эффекта матрицы в скрининг-тесте аналитический сигнал 8 из 10 образцов сыворотки крови после добавления оАЛА увеличился более чем в 1,481 раза; в подтверждающем тесте значение показателя «процент ингибирования» превышало 34,2% при анализе 8 из 10 образцов с добавлением оАЛА. Эффект высокой дозы оАЛА в концентрации от 0,8 до 50 мкг/мл отсутствовал.

Результаты определения оАЛА в скрининг-тесте были устойчивы к присутствию 1 нг/мл ромиплостима в образцах. Стрептавидиновые биосенсоры с иммобилизованным ромиплостимом сохраняли стабильность после 14 сут хранения при температуре 5±3 °С и не менее 20 циклов регенерации.

ВЫВОДЫ. Анализ полученных результатов валидации подтвердил пригодность методики на основе биослойной интерферометрии для достоверного и воспроизводимого определения связывающих (общих) антител к ромиплостиму в сыворотке крови человека.

1. Меликян АЛ, Егорова ЕК, Пустовая ЕИ, Колошейнова ТИ, Володичева ЕМ, Капорская ТС и др. Промежуточные результаты эпидемиологического исследования идиопатической тромбоцитопенической пурпуры у взрослых в Российской Федерации. Гематология и трансфузиология. 2019;64(4):436–46. https://doi.org/10.35754/0234-5730-2019-64-4-436-446

2. Neunert C, Terrell DR, Arnold DM, Buchanan G, Cines DB, Cooper N, et al. American Society of Hematology 2019 guidelines for immune thrombocytopenia. Blood Adv. 2019;3(23):3829–66. https://doi.org/10.1182/bloodadvances.2019000966

3. Barger TE, Boshier A, Jawa V, Kim J, Mytych DT, Park J, et al. Assessment of romiplostim immunogenicity in adult patients in clinical trials and in a global registry. Blood. 2018;132 (Supplement 1):2427. https://doi.org/10.1182/blood-2018-99-113484

4. Swanson SJ. What are clinically significant anti-drug antibodies and why is it important to identify them. Front Immunol. 2024;15:1401178. https://doi.org/10.3389/fimmu.2024.1401178

5. Shankar G, Devanarayan V, Amaravadi L, Barrett YC, Bowsher R, Finco-Kent D, et al. Recommendations for the validation of immunoassays used for detection of host antibodies against biotechnology products. J Pharm Biomed Anal. 2008;48(5):1267–81. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2008.09.020

6. Hagman C, Chasseigne G, Nelson R, Anlauff F, Kagan M, Goldfine AB, et al. Immunogenicity assessment strategy for a chemically modified therapeutic protein in clinical development. Front Immunol. 2024;15:1438251. https://doi.org/10.3389/fimmu.2024.1438251

7. Shibata H, Nishimura K, Miyama C, Tada M, Suzuki T, Saito Y, et al. Comparison of different immunoassay methods to detect human anti-drug antibody using the WHO erythropoietin antibody reference panel for analytes. J Immunol Methods. 2018;452:73–7. https://doi.org/10.1016/j.jim.2017.09.009

8. Li J, Schantz A, Schwegler M, Shankar G. Detection of low-affinity anti-drug antibodies and improved drug tolerance in immunogenicity testing by Octet® biolayer interferometry. J Pharm Biomed Anal. 2011;54(2):286–94. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2010.08.022

9. Jug A, Bratkovič T, Ilaš J. Biolayer interferometry and its applications in drug discovery and development. Trends Anal Chem. 2024;176:117741. https://doi.org/10.1016/j.trac.2024.117741

10. Wadhwa M, Knezevic I, Kang H-N, Thorpe R. Immunogenicity assessment of biotherapeutic products: An overview of assays and their utility. Biologicals. 2015;43(5):298–306. https://doi.org/10.1016/j.biologicals.2015.06.004

11. Jani D, Marsden R, Mikulskis A, Gleason C, Klem T, Fiorotti CK, et al. Recommendations for the development and validation of confirmatory anti-drug antibody assays. Bioanalysis. 2015;7(13):1619–31. https://doi.org/10.4155/bio.15.96

12. Smith HW, Moxness M, Marsden R. Summary of confirmation cut point discussions. AAPS J. 2011;13(2):227–9. https://doi.org/10.1208/s12248-011-9263-z

13. Gunn GR, Sealey DC, Jamali F, Meibohm B, Ghosh S, Shankar G. From the bench to clinical practice: understanding the challenges and uncertainties in immuno-genicity testing for biopharmaceuticals. Clin Exp Immunol. 2016;184(2):137–46. https://doi.org/10.1111/cei.12742

14. Tada M, Suzuki T, Ishii-Watabe A. Development and characterization of an anti-rituximab monoclonal antibody panel. MAbs. 2018;10(3):370–9. https://doi.org/10.1080/19420862.2018.1424610

15. Namburi RP, Kancherla V, Ponnala AR. High-dose hook effect. J Dr NTR Univ Health Sci. 2014;3(1):5–7. https://doi.org/10.4103/2277-8632.128412

16. Varghese LN, Defour J-P, Pecquet C, Constantinescu SN. The Thrombopoietin receptor: structural basis of traffic and activation by ligand, mutations, agonists, and mutated calreticulin. Front Endocrinol (Lausanne). 2017;8:59. https://doi.org/10.3389/fendo.2017.00059

17. Qi J, Zheng L, Hu B, Zhou H, He Q, Liu H, et al. Pharmacokinetics, safety, and pharmacodynamics of romiplostim in chinese subjects with immune thrombocytopenia: a phase I/II trial. Clin Pharmacol Drug Dev. 2022;11(3):379–87. https://doi.org/10.1002/cpdd.1059