Перспективы применения метода ионной хроматографии в оценке качества биологических лекарственных препаратов

Количественная характеристика вспомогательных веществ, входящих в состав биологических лекарственных препаратов (БЛП), является важной составляющей процесса подтверждения качества как на уровне готового продукта, так и на стадиях промежуточных продуктов, в том числе фармацевтических субстанций. Метод ионной хроматографии с амперометрическим и кондуктометрическим способами детектирования продуктов разделения обладает рядом достоинств, основным из которых является возможность прямого определения малолетучих соединений, не имеющих хромофорных групп и не обладающих собственной флуоресценцией. Цель работы — на основании сравнительного анализа метода ионной хроматографии и альтернативных методов определить перспективные области применения метода ионной хроматографии в оценке качества БЛП. На основании результатов проведенного анализа нормативной документации и данных литературы обобщены методы количественного определения вспомогательных веществ с ионной структурой в БЛП. Рассмотрены возможности применения метода ионной хроматографии для определения основного действующего вещества в полисахаридных вакцинах и вспомогательных веществ в БЛП. Показана целесообразность применения метода ионной хроматографии для одновременного количественного определения катионов (аммоний, кальций, магний) и анионов (хлориды, сульфаты, нитраты) в растворителе для лиофилизированных БЛП, для оценки качества действующего вещества БЛП (количественное определение полисахарида в полисахаридных вакцинах, гликопрофиль гликозилированных протеинов и т.д.), а также при определении нескольких стабилизаторов углеводной природы БЛП одной методикой. Сделан вывод, что ионообменная хроматография с кондуктометрическим и амперометрическим детектированием при оценке качества БЛП в ближайшей перспективе может занять лидирующие позиции в количественной оценке вспомогательных веществ с ионной структурой, стабилизаторов углеводной природы и основного действующего вещества — полисахарида в полисахаридных вакцинах, в том числе вакцинах национального календаря профилактических прививок.

1. Small H, Stevens TS, Bauman WC. Novel ion exchange chromatographic method using conductimetric detection. Anal Chem. 1975;47(11):1801–9. https://doi.org/10.1021/ac60361a017

2. Бёккер Ю. Хроматография. Инструментальная аналитика. Методы хроматографии и капиллярного электрофореза: монография. М.: Техносфера, 2009.

3. Skelly NE. Separation of inorganic and organic anions on reversed-phase liquid chromatography columns. Anal Chem. 1982;54(4):712–5. https://doi.org/10.1021/ac00241a026

4. Miao S, Xie P, Mao Z, Fan L, Liu X, Zhou Y, et al. Identification of multiple sources of the acidic charge variants in an IgG1 monoclonal antibody. Appl Microbiol Biotechnol. 2017;101(14):5627–38. https://doi.org/10.1007/s00253-017-8301-x

5. Wang G, Tomasella FP. Ion-pairing HPLC methods to determine EDTA and DTPA in small molecule and biological pharmaceutical formulations. J Pharm Analysis. 2016;6(3):150–6. https://doi.org/10.1016/j.jpha.2016.01.002

6. Shibue M, Mant CT, Hodges RS. Effect of anionic ion-pairing reagent hydrophobicity on selectivity of peptide separations by reversed-phase liquid chromatography. J Chromatogr A. 2005;1080(1):68–75. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2005.03.035

7. Åsberg D, Langborg Weinmann A, Leek T, Lewis RJ, Klarqvist M, Leśko M, et al. The importance of ion-pairing in peptide purification by reversed-phase liquid chromatography. J Chromatogr A. 2017;1496;80–91. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2017.03.041

8. Leblanc Y, Ramon C, Bihoreau N, Chevreux G. Charge variants characterization of a monoclonal antibody by ion exchange chromatography coupled on-line to native mass spectrometry: case study after a long-term storage at +5 °C. J Chromatogr B. 2017;1048:130–9. https://doi.org/10.1016/j.jchromb.2017.02.017

9. Hebbi V, Chattopadhyay S, Rathore AS. High performance liquid chromatography (HPLC) based direct and simultaneous estimation of excipients in biopharmaceutical products. J Chromatogr B. 2019;1117:118–26. https://doi.org/10.1016/j.jchromb.2019.04.022

10. Lodi G, Storti G, Pellegrini LA, Morbidelli M. Ion exclusion chromatography: model development and experimental evaluation. Ind Eng Chem Res. 2017;56(6):1621–32. https://doi.org/10.1021/acs.iecr.6b04475

11. Yan Y, Liu AP, Wang S, Daly TJ, Li N. Ultrasensitive characterization of charge heterogeneity of therapeutic monoclonal antibodies using strong cation exchange chromatography coupled to native mass spectrometry. Anal Chem. 2018;90(21):13013–20. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.8b03773

12. Muneeruddin K, Bobst CE, Frenkel R, Houde D, Turyan I, Sosic Z, Kaltashov IA. Characterization of a PEGylated protein therapeutic by ion exchange chromatography with on-line detection by native ESI MS and MS/MS. Analyst. 2017;142(2):336–44. https://doi.org/10.1039/C6AN02041K

13. Fekete S, Beck A, Fekete J, Guillarme D. Method development for the separation of monoclonal antibody charge variants in cation exchange chromatography, Part I: salt gradient approach. J Pharm Biomed Anal. 2015;102:33–44. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2014.08.035

14. Fekete S, Beck A, Fekete J, Guillarme D. Method development for the separation of monoclonal antibody charge variants in cation exchange chromatography, Part II: pH gradient approach. J Pharm Biomed Anal. 2015;102:282–9. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2014.09.032

15. Spanov B, Olaleye O, Lingg N, Bentlage AEH, Govorukhina N, Hermans J, et al. Change of charge variant composition of trastuzumab upon stressing at physiological conditions. J Chromatogr A. 2021;1655:462506. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2021.462506

16. Vlasak J, Bussat MC, Wang S, Wagner-Rousset E, Schaefer M, Klinguer-Hamour C, et al. Identification and characterization of asparagine deamidation in the light chain CDR1 of a humanized IgG1 antibody. Anal Biochem. 2009;392(2):145–54. https://doi.org/10.1016/j.ab.2009.05.043

17. Faghihi H, Merrikhihaghi S, Najafabadi AR, Ramezani V, Sardari S, Vatanara A. A comparative study to evaluate the effect of different carbohydrates on the stability of Immunoglobulin G during lyophilization and following storage. Pharm Sci. 2016;22(4):251–9. https://doi.org/10.15171/PS.2016.39

18. Wlodarczyk SR, Custódio D, Pessoa A Jr, Monteiro G. Influence and effect of osmolytes in biopharmaceutical formulations. Eur J Pharm Biopharm. 2018;131:92–8. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2018.07.019

19. Kissinger PT, Refshauge C, Dreiling R, Adams RN. An electrochemical detector for liquid chromatography with picogram sensitivity. Anal Lett. 1973;6(5):465–77. https://doi.org/10.1080/00032717308058694

20. Merkle RK, Poppe I. Carbohydrate composition analysis of glycoconjugates by gas-liquid chromatography/mass spectrometry. Methods Enzymol. 1994;230:1–15. https://doi.org/10.1016/0076-6879(94)30003-8

21. Schenk J, Nagy G, Pohl NLB, Leghissa A, Smuts J, Schug KA. Identification and deconvolution of carbohydrates with gas chromatography-vacuum ultraviolet spectroscopy. J Chromatogr A. 2017;1513:210–21. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2017.07.052

22. Haas M, Lamour S, Trapp O. Development of an advanced derivatization protocol for the unambiguous identification of monosaccharides in complex mixtures by gas and liquid chromatography. J Chromatogr A. 2018;1568:160–7. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2018.07.015

23. Rendleman JA, Jr. In: Isbell HS, ed. Carbohydrates in solution. Advances in Chemistry Ser ACS. Washington; 1973;117:51–68.

24. Hardy MR, Townsend RR, Lee YC. Monosaccharide analysis of glycoconjugates by anion exchange chromatography with pulsed amperometric detection. Anal Biochem. 1988;170(1):54–62. https://doi.org/10.1016/0003-2697(88)90089-9

25. Rohrer JS, Basumallick L, Hurum DC. Profiling N-linked oligosaccharides from IgG by high-performance anion-exchange chromatography with pulsed amperometric detection. Glycobiology. 2016;26(6):582–91. https://doi.org/10.1093/glycob/cww006

26. Talaga P, Vialle S, Moreau M. Development of high-performance anion-exchange chromatography with pulsed-amperometric detection based quantification assay for pneumococcal polysaccharides and conjugates. Vaccine. 2002;20(19-20):2474–84. https://doi.org/10.1016/S0264-410X(02)00183-4

27. Gudlavalleti SK, Crawford EN, Harder JD, Reddy JR. Quantification of each serogroup polysaccharide of Neisseria meningitidis in A/C/Y/W-135-DT conjugate vaccine by high-performance anion-exchange chromatography-pulsed amperometric detection analysis. Anal Chem. 2014;86(11):5383−90. https://doi.org/10.1021/ac5003933

28. van der Put RM, de Haan A, van den IJssel JG, Hamidi A, Beurret M. HPAEC-PAD quantification of Haemophilus influenzae type b polysaccharide in upstream and downstream samples. Vaccine, 2015;33(48):6908–13. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2014.07.028