Молекулярно-генетическое исследование стабильности и подтверждение подлинности штамма Внуково-32, применяемого для производства вакцины антирабической культуральной концентрированной очищенной инактивированной сухой

Бешенство – острая вирусная инфекция, вызываемая вирусом семейства Rhabdoviridae рода Lyssavirus и характеризующаяся симптомами поражения центральной нервной системы и абсолютной летальностью. Единственной возможностью предотвратить возникновение данного заболевания у людей является вакцинопрофилактика. Одним из препаратов, используемых в этих целях, является вакцина антирабическая культуральная концентрированная очищенная инактивированная сухая, выпускаемая ФГБНУ «ФНЦИРИП им. М. П. Чумакова РАН».

Цель работы: исследование структуры производственного, рабочего посевного вируса бешенства штамма Внуково-32, используемого ФГБНУ «ФНЦИРИП им. М. П. Чумакова РАН» для производства антирабической вакцины, его генетической стабильности на этапах производства, изучение возможности применения молекулярно-генетических методов для подтверждения подлинности производственного штамма в готовой форме вакцины и изучение нуклеотидной последовательности штамма CVS.

Материалы и методы: производственный штамм вируса бешенства Внуково-32, рабочие посевные вирусы, готовые серии вакцины антирабической, штамм CVS фиксированного вируса бешенства, используемый для оценки специфического иммунитета. Молекулярно-генетическое исследование проведено с использованием ОТ-ПЦР с последующей рестрикцией и секвенированием.

Результаты: представлены результаты анализа нуклеотидных последовательностей фрагмента гена G, полученного из производственного штамма Внуково-32, серий рабочего посевного вируса и готовых серий вакцины антирабической, изготовленных в 2012, 2018, 2019 г., штамма фиксированного вируса бешенства CVS, используемого для оценки специфической активности вакцины. Показана возможность применения рестрикционного анализа для подтверждения подлинности штамма Внуково-32 на всех этапах производства, включая готовую форму вакцины.

Заключение: штаммы Внуково-32 и CVS, используемые в ФГБНУ «ФНЦИРИП им. М. П. Чумакова РАН», являются вирусами бешенства. Анализ нуклеотидной последовательности фрагмента гена G показал, что штамм Внуково-32 стабилен на разных этапах производства. Полученная нуклеотидная последовательность гена G штамма Внуково-32 депонирована в GenBank (номер MN116503). Показана возможность применения рестрикционного анализа для подтверждения подлинности штамма Внуково-32 вируса бешенства на всех этапах производства, включая готовую форму вакцины.

1. Hampson K, Coudeville L, Lembo T, Sambo M, Kieffer A, Attlan M, et al. Estimating the global burden of endemic canine rabies. PLoS Negl Trop Dis. 2015;9(4):e0003709. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0003709

2. Zhang Y, Zhang S, Li W, Hu Y, Zhao J, Liu F, et al. A novel rabies vaccine based on toll-like receptor 3 (TLR3) agonist PIKA adjuvant exhibiting excellent safety and efficacy in animal studies. Virology. 2016;489:165–72. https://doi.org/10.1016/j.virol.2015.10.029

3. Ertl HCJ. New rabies vaccines for use in humans. Vaccines. 2019;7(2):54. https://doi.org/10.3390/vaccines7020054

4. Morimoto K, Shoji Y, Inoue S. Characterization of P gene-deficient rabies virus: propagation, pathogenicity and antigenicity. Virus Res. 2005;111(1):61–7. https://doi.org/10.1016/j.virusres.2005.03.011

5. Ito N, Sugiyama M, Yamada K, Shimizu K, Takayama-Ito M, Hosokawa J, Minamoto N. Characterization of M gene-deficient rabies virus with advantages of effective immunization and safety as a vaccine strain. Microbiol Immunol. 2005;49(11):971–9. https://doi.org/10.1111/j.1348-0421.2005.tb03692.x

6. Liu X, Yang Y, Sun Z, Chen J, Ai J, Dun C, et al. A recombinant rabies virus encoding two copies of the glycoprotein gene confers protection in dogs against a virulent challenge. PLoS One. 2014;9(2):e87105. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0087105

7. Hu SC, Hsu CL, Lee MS, Tu YC, Chang JC, Wu CH, et al. Lyssavirus in Japanese Pipistrelle, Taiwan. Emerg Infect Dis. 2018;24(4):782–5. https://doi.org/10.3201/eid2404.171696

8. Nokireki T, Tammiranta N, Kokkonen UM, Kantala T, Gadd T. Tentative novel lyssavirus in a bat in Finland. Transbound Emerg Dis. 2018;65(3):593–6. https://doi.org/10.1111/tbed.12833

9. Amarasinghe GK,•Ayllón MA, Bào Y, Basler CF, Bavari S, Blasdell KR, et al. Taxonomy of the order Mononegavirales: update 2019. Arch Virol. 2019;164(7):1967–80. https://doi.org/10.1007/s00705-019-04247-4

10. Picard-Meyer E, Beven V, Hirchaud E, Guillaume C, Larcher G, Robardet E, et al. Lleida Bat Lyssavirus isolation in Miniopterus schreibersii in France. Zoonoses Public Health. 2019;66(2):254–8. https://doi.org/10.1111/zph.12535

11. Geue L, Schares S, Schnick C, Kliemt J, Beckert A, Freuling C, et al. Genetic characterisation of attenuated SAD rabies virus strains used for oral vaccination of wildlife. Vaccine. 2008;26(26):3227–35. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2008.04.007

12. Kissi B, Badrane H, Audry L, Lavenu A, Tordo N, Brahimi M, Bourhy H. Dynamics of rabies virus quasispecies during serial passages in heterologous hosts. J Gen Virol. 1999;80(8):2041–50. https://doi.org/10.1099/0022-1317-80-8-2041

13. Dietzgen RG, Kondo H, Goodin MM, Kurath G, Vasilakis N. The family Rhabdoviridae: mono- and bipartite negative-sense RNA viruses with diverse genome organization and common evolutionary origins. Virus Res. 2017;227:158–70. https://doi.org/10.1016/j.virusres.2016.10.010

14. Kuzmina NA, Kuzmin IV, Ellison JA, Rupprecht CE. Conservation of binding epitopes for monoclonal antibodies on the rabies virus glycoprotein. J Antivir Antiretrovir. 2013;5(2):037–43.